植物生长过程中光合作用光响应曲线的凸度与光照的强度和方向的关系外文翻译资料

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植物生长过程中光合作用光响应曲线的凸度与光照的强度和方向的关系

Erling Ogren*

Department of Plant Physiology, University of Umea, S-901 87 Umea, Sweden

当光合作用光响应曲线的凸度较高时，中等光强范围内的光合作用效率最高。利用柳树芽胞杆菌和绿色微藻菌的植物细胞培养对影响凸度的因素进行了完整的分析。结果表明，叶片较植物细胞凸度小，因为叶片中光强的梯度与光合能力的梯度不完全匹配。通过对两个叶片表面光合作用的荧光测定，对光强梯度与光合作用能力梯度的匹配程度进行了量化。确定两个主要生长条件为叶片梯度的不匹配和相对于细胞降低的凸度。第一个是在低光条件下生长，叶片的光和能力没有形成任何显著的梯度。这导致凸度减小，特别是在叶绿素含量高的老叶子中，因此，形成较强的光强梯度。第二个是叶片两面都接受较强光照条件，叶片生长不明显，在两种情况下都能产生光合能力较强的叶片。除此之外，还发现了导致叶绿体凸度下降的两种情况：(a)对于叶片和细胞来说，在生长过程中增加了光照，(b)在测量高光条件下的叶片时增加了CO₂的浓度。这些内在凸度的变化可以表明，相对于电子传递能力，1，5-二磷酸盐羧化酶/加氧酶催化能力的增加，凸度下降。

光合作用光响应曲线的一种模型非直角双曲线(Prioul and Chartier,1977;Leverenz and Jarvis,1979; Marshall and Biscoe,1980)表示如下：

theta;P² –(Phi;I P_max)P Phi;IP_max =0 (1)

其中P为净光合速率(y变量)，I是辐照度(x变量)，Phi;为初始量子效率，theta;为反应凸度的曲角参数，P_max为光饱和时的最大净光合速率。Phi;和theta;是在自然条件下光合作用生产力特别重要的参数，因为人们相信光合作用的速率在大部分时间是受光限制的（Long,1985;Ort and Baker,1988）。如图1所示，theta;决定了在由Phi;决定的线性部分以上的光强范围内的光合效率。当theta;= 1时，达到最高的可能效率，在这种情况下，曲线直接从Phi;的起始线达到由P_max决定的最高值(所谓的Blackman曲线)。这在theta;值通常只有0.7到0.99的范围内的细胞和叶片中是不可能实现的。应该注意到theta;并不是线性的。因此，theta;= 0.90的曲线与theta;= 0.99 的曲线之间的差异，要比与theta;= 0.75的曲线的差异更大(图1)。

图1 模型(l)理想条件下利用不同theta;值，但其它参数保持不变模拟的的光合作用光响应曲线，叶片和细胞theta;一般在0.7到0.99之间

一些研究人员试图将物理意义归因于theta;。这些研究可分为两类：一类是在叶绿体水平中寻找theta;的生理描述，另一类是分析影响叶绿体内在theta;的结构因子，而不是针对叶片。后一种效应的基础是叶片较强的光强梯度。通过将叶片切片(Terashima and Saeki,1983)，将光纤插入叶片(Vogelmann,1989)和建模(Evans et al.,1993)证明了这一点。为了认识叶绿体的内在theta;，所有叶绿体的光响应曲线必须同相 (Terashima and Saeki,1985)。因此，叶片中P_max中必须有一个梯度，与光强的梯度相匹配。由于叶绿体的适应能力不足，可能会出现随着不匹配程度的增加，theta;下降越多，从而偏离其理论值(Oya and Laisk, 1976;Terashima and Saeki, 1985;Leverenz, 1987;Evans et al., 1993)。这大概解释了，当通过增加叶绿素含量增大光强的梯度时，theta;的观测值会降低(Leverenz,1987)。光强和P_max的梯度也会随着适应变化的方向而发散。例如，两个表面都接受阳光垂直照射的叶片，在两个表面都会产生一个比较高的P_max(Evans et al.,1993)。在单侧照明下测量的叶片的theta;会比水平叶片低(DeLucia et al.,1991;Evans et al.,1993）。然而，在不考虑特定的叶片解剖学(Ogren and Evans,1993)的基础上，当光照条件发生改变时，内部立即开始再次适应，theta;初始凸度在几天内会变得基本上相同(Leverenz,1988)。

在以上几个研究中，已经考虑了theta;的生理特性。尽管他们认为，当光强增加光合速率的主要限制条件改变时，theta;不变，但是他们对这些限制的同一性存在分歧。根据广泛使用的Farquhar et al.(1980)的模型预测，在较强光照条件下的光合速率是由二磷酸核酮糖羧化酶限制的。我们(Ogren and Evans,1993)利用这个模型解释了由于CO₂浓度变化而使theta;产生的变化，并提出以下结论：二磷酸核酮糖羧化酶相对于电子传输的能力低时，P_max会出现的较早，并且theta;较高。但是，考虑到二磷酸核酮糖羧化酶的光激活中模型和数据之间存在微小的差异，其他工作人员提出，相对于质体醌再氧化，theta;是由PSⅡ的转换比率决定的(Zvalinskii and Litvin,1988;Leverenz et al.,1990)。然而，这个模型无法解释theta;是否依赖于CO₂。实际上，任何一种theta;偏离一个值接近于统一的情况都不容易理解，因为这个模型基于的假设是，PSⅡ转换总是比光合作用的其他步骤快得多。尽管已经有报告称，在低光条件下的针叶树木(Leverenz,1988)和其他一些C₃植物(Prioul and Chartier,1977)theta;的数值已经趋于统一，但是也有一些报道给出了更低的theta;值(Evans and Terashima,1987;Ogren and Terashima,1993)。此外，荧光分析显示，PSⅡ的转换率通常不高，而且随着光强的增加逐渐下降(Weiss and Berry,1987)。

在目前的工作中，我将进一步讨论theta;在某种程度上的变化以及其原因。为了研究叶片的结构以及内在的theta;，使用了一种属于球菌的绿色单细胞藻类。如Palmqvist(1993)所示，这种藻类缺乏在大多数其他绿色微藻中存在的碳积累机制，如衣藻、杜氏藻和栅藻(Badger,1987)，它们本身的特点可能会影响theta;(Falk and Palmqvist,1993)。因此，球菌有一个与C₃植物(Palmqvist,1993)更密切相关的光合机制，这使得它作为植物细胞的模型系统特别有意义。结果表明，内在theta;不仅取决于于CO₂浓度，而且也取决于于光照强度。theta;较高的细胞只存在于喜阴的叶片中。如下所述，这些结果与之前的假说完全一致，即二磷酸核酮糖羧化酶的相对容量是决定theta;的主要生理因素。

为了研究叶片结构对theta;的影响，采用荧光技术对叶片的顶部和底部进行光合速率分析。我们(Evans et al.,1993)曾用此技术验证了叶片光合特性的梯度模型。案例研究呈现了在不同光强或P_max下，光合作用的梯度是不同的。

材料与方法

植物材料

瑞典农业大学在瑞典的一个项目中培育出了一个单一的柳属的克隆植株，其高度大约为1米。他们每天都要用养分充足完整的营养液来浇灌，并将其保存在20-30℃的生长空间中，相对湿度为50-80%，并用金属卤素灯(HQI-TS 400W;Osram,Berlin,Germany)提供约200mu;molm^-2s^-1(光周期为17小时)的光照强度。通过封闭一对在水杯中泡到完全膨胀的相反的叶片代表高光适应的叶片，上表面受光的叶片代表低光的状态。使用1400mu;molm^-2s^-1 (光周期为17小时)的金属卤素灯(如上所述)照射，将这些试管置于25℃下，潮湿的空气中(露点温度为25℃)，通过多通路进气口保证最大的空气湍流。为了尽可能减少漫反射，将内部涂成黑色。一个5毫米厚的玻璃面板和一层热反射过滤器被放置在试管玻璃窗前，用来减少热辐射，这些叶子将被保存四到五个连续的光周期。接下来是7小时的低光期处理，使光抑制在测量开始前，完全恢复。在每一项实验中，树叶每天都被翻转一次，从而在上下表面上交替接受光照。

在实验室外面，找到一株同样的正在生长的克隆柳属植物的树冠，在主芽上E-W区寻找成熟的叶片，在早晨切除，置于在阴凉处。将叶片转移到水中重切，完全浸没并立即使用。叶片主要在在最高气温在20到25摄氏度之间的晴天，适应一段时间。

运用Arnon(1949)用两片叶片(1.1cm²)描述叶绿素含量的方法。

单细胞绿色藻类(柳属植物)的单一菌株在液体培养基中生长，主要成分为BGll(Ripka et al.,1981)，根据Surzycki(1971)的公式，控制微量元素、pH为6.8、有10mM单位体积的丙烷(Sigma)。藻类从苔藓虫体中分离出来，是原始的光合生物，隔离的程序如Palmqvist (1993)描述的一样。在直径为35毫米的圆柱形烧瓶中，内部充满空气，由金属卤素灯(上面指定)持续照射，并保持在25℃的清水中。每天保持稀释，使叶绿素浓度大约为5mu;gmL^-1，根据Ronen和Galun(1984)的方法测定球团细胞的叶绿素浓度。

测量CO₂的交换量

使用一个CO₂分析仪((LCA-3; ADC Ltd., Hoddesdon, UK) 在一个开放的系统中测量单个叶片的CO₂和H₂O的交换(Compact Minicuvette System 400,gas mixing unit GMAl and cuvette GK-022; H. Walz, Effeltrich,Germany)。差分二氧化碳分析仪是根据一系列的CO₂标准气体来校准的。一盏照明灯((model HMV 1200; Pani, Vienna, Austria)提供照明，从试管中可以看到5°的范围。光束被一组中性密度滤光器(Kodak Wratten Gel)衰减，并被限制在使用不透明框架的试管窗口中。为了进一步减少漫反射，透明的试管表面覆盖着黑色胶带。使用只对白色敏感的GaAsP二极管(model G1125-02; Hamamatsu,Ichinocho,Japan)测量叶片近距离辐照度。它是由一个电阻为1-kOmega;的电压表测量的读数(model 195A;Keithley, Cleveland, OH)。设置校准量子传感器(Li-189;Li-Cor,Inc.,Lincoln,NE)。在上述光照叶片表面对光合作用的光响应曲线进行了测量。在1至2小时内，逐渐将叶片的光照强度提升至最高。然后，在逐步降低光照强度的同时，对叶片温度进行一系列的测量，将热电偶压在较低的叶片表面上进行测量时将叶片温度控制在27plusmn;0.1℃上下。水汽压控制在10.4kP_a以下。根据von Caemmerer和farquhar(1981)的方法计算速率和导度。

测量O₂的交换量

在25℃下使用一个O₂电极(Hansatech Ltd.,Kingrsquo;s Lynn,UK)测定藻类的O₂交换量。通过改变灯管间距或将白色尼龙屏幕插入光路，用来改变电压稳定的投影灯的照明情况。用上面描述的二极管测量试管中心的光照强度。从培养瓶中直接转移1mL的海藻样品，从新鲜的库存溶液中加入碳酸氢盐，最终浓度为4mM。随后，逐步增加光照强度，获得一系列读数。当这个量超过200mu;molm^-2s^-1时，每一个新的点都会有一个新的样本。这是为了确保光合作用不受限于增加的氧气压力，光抑制或碳水化合物的积累。在记录的条形图上显示了O₂信号。用超过4分钟的线性跟踪来表示稳定的速率。一个包含14到22个数据点的完整的光响应曲线测量大约需要1.5h。在此区间内从培养液中采集样品的叶绿素含量，这是通过在起始和间隔结束时采集的10mL样品计算的。

光合光响应曲线的建模

光合作用与辐照度数据拟合如图1所示。在本研究中，I代表本次实验的辐照度，Phi;则代表表观Phi;。将R添加到P，以获得y轴上的正确截距。所有的数据都显示了R和P的总和，即光合作用的总速率。这样做是为了便于直接比较不同R值的曲线，低于50mu;molm^-2s^-1的光照强度的数据被剔除，以避免曲线畸变(Sharp et al.,1984)。采用基于马夸特算法的统计软件对数据进行拟合和参数估计(Regression;Blackwell Scientific Publications,Oxford, UK)。

叶绿素的荧光测量

用两个调制荧光计(PAM;H.Walz,Effeltrich,Germany)测量被放置在25℃的试管里的叶片。用一个气瓶或上面描述的气体混合单元供应的气体流冲洗试管，在20℃的露点温度下加湿。两根纤维末端从表面的3毫米的叶片的相对侧面。这片叶子仍然附着在上面，只是除去在田间生长的叶子上有水的叶柄。连续照明，由投影灯和一组中性密度滤光器(Schott)提供，通过相应的光纤传递到

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